В. наркозно-дыхательная аппаратура. Алгоритм очистки и обеззараживания аппаратов ингаляционного наркоза и искусственной вентиляции легких (ИВЛ) Дезинфицирующее средство для обработки дыхательных аппаратов

Во время наркоза и искусственной вентиляции легких вместе с выдыхаемым воздухом в аппарат поступает микрофлора из легких и полости рта больного. Больше всего микробов скапливается в шлангах вдоха и выдоха, в сборнике конденсата, который является «рассадником» микробов, в патрубке выдоха и в увлажнителе. Чаще всего обнаруживаются кишечная и синегнойная палочки, протей, различная кокковая флора, в том числе гемолитический и негемолитический стафилококк.

Заражение по схеме- больной- аппарат- больной считается одной из главных причин послеоперационных пневмоний, и поэтому стерилизацию наркозной дыхательной аппаратуры надо расценивать как важный элемент борьбы с госпитальной инфекцией. Следует придавать особое значение механической очистке узлов этих аппаратов, причем ее надо проводить как можно раньше после окончания наркоза или ИВЛ. Отмывание просвета шлангов до высыхания содержимого снижает бактериальную загрязненность аппаратуры, а оставление ее грязной способствует размножению микробов в мокроте, осевшей внутри аппарата. Чем позднее приступают к промыванию шлангов других узлов аппаратуры, тем труднее добиться хорошей механической очистки их. При обеззараживании наркозной дыхательной аппаратуры возникают две проблемы: выбор метода стерилизации и сохранение стерильности аппаратов до их использования. Вторая проблема решается просто: простерилизованный аппарат накрывают стерильной простыней или пластиком. Трубки для интубации кипятят перед использованием или хранят стерильными в асептическом растворе: 6% раствор перекиси водорода, 96% спирте. Наркозные и дыхательные аппараты разбирают на основные узлы, которые стерилизуют после тщательного промывания.

Обеззараживание аппаратов для ингаляционного наркоза и искусственной вентиляции легких слагаются из 7 этапов:

1. предварительное промывание в течение 5 мин. под струей холодной, затем теплой и горячей воды как можно раньше после использования аппарата.

2. замачивание, т.е. погружение полностью с заполнением всех полостей обрабатываемых деталей в бачок, раковину или ванну, наполненные моющим раствором (температура 50 градусов) на 15-20 мин.

3. мытье каждой детали при помощи ерша или ватно- марлевого тампона в течение 30-45 мин.

4. прополаскивание. Вначале каждую деталь прополаскивают проточной водой: при использовании моющего раствора в течение 3-5 мин., затем ополаскивают в дистиллированной воде 30 секунд.

5. сушка горячим воздухом в сушильном шкафу при температуре 85 градусов до исчезновения влаги. При отсутствии сушильного шкафа просушивание проводится стерильным полотенцем.

6. холодная стерилизация узлов, не подлежащих термической обработке. Погружение в один из антисептических растворов: 3-6 % раствор перекиси водорода (при температуре 40-50градусов) на 60 мин. металлические детали стерилизуют кипячением или автоклавированием.

7. отмывание деталей стерильной водой и просушивание в асептических условиях (завернутыми в стерильное полотенце) в сушильном шкафу.

Следует отдавать предпочтение холодной стерилизации 3 или 6% раствором перекиси водорода, увеличивая при сильном загрязнении аппарата экспозицию до 3 часов.

Стерилизация аппаратов искусственного кровообращения и искусственной почки .

Эффективность стерилизации аппаратов искусственного кровообращения (АИК) и искусственной почки во многом зависит от качества предстерилизационной очистки, которая должна начаться тотчас после окончания работы аппарата. Особое внимание уделяется тщательному отмыванию от крови всех трубок и узлов аппаратов, соприкасавшихся с кровью. Эта процедура проводится по принципам, описанным выше. Полихлорвиниловые и другие трубки лучше всего использовать однократно.

Полноценное обеспечение асептики обеспечивается в централизованных стерилизационных отделениях и должно выполняться высококвалифицированными людьми. ЦСО разделяются на 2 зоны: «грязную», или правильнее, приемно- подготовительную, зону и чистую. В первую зону поступают биксы с нестерильным материалом. Персонал ЦСО осматривает их, убеждаясь в их прочности и пригодности, регистрирует, а затем погружает в автоклав и проводит стерилизацию. По окончании цикла отворяют двери автоклава, ведущие в чистую зону, и вынимают простерилизованные биксы. При переходе из приемной зоны в чистую проводится смена халата и мытье рук, одевается стерильная маска. Готовый к работе стерильный материал укладывают на стеллажи в чистой зоне. В чистой зоне проводится контроль качества стерильности.

Инструментарий и отдельные части аппаратуры, применяемые в анестезиологической практике, подлежат стерилизации. Но иногда приходится иметь дело с таким материалом и инструментарием, который общепринятым способом простерилизовать не всегда удается.

Самым простым и надежным считается кипячение или автоклавирование. Но тут приходится сталкиваться с рядом трудностей. Дело в том, что трубки и другие резиновые предметы при такой стерилизации теряют гибкость, эластичность и быстро выходят из строя. Некоторые же части аппарата практически недоступны обработке.

В последнее время предложен ряд методов, обеспечивающих стерильность предметов, не оказывая существенного влияния на их качество. Речь о них будет вестись ниже.

Обеззараживание наркозного аппарата

Наркозный аппарат представляет собой полую воздухопроводящую систему, которая находится в тесном контакте с дыхательными путями больного. При недостаточной обработке аппарата и вспомогательного инструментария, соприкасающегося с больным, инфекция может быть занесена следующему больному.

Обеззараживание наркозного аппарата должно начинаться с тщательной механической очистки, которую следует проводить сразу после окончания наркоза. Резиновые части аппарата, а также металлические тройники, адаптеры и другие съемные предметы нужно тщательно промыть под проточной теплой водой с мылом. При этом не рекомендуется пользоваться щетками или «ершами», так как без предварительного кипячения они сами являются источником дополнительного инфицирования. Кроме того, в патрубках воздухопроводящей системы аппарата от щеток и «ершей» оставшиеся щетинки могут попасть в дыхательные пути больного.

После мытья и прополаскивания резиновые шланги, мешки, а также металлические присоединительные элементы (тройники, угловые трубки, адаптеры) подвергаются химической дезинфекции. Дезинфицирующие средства должны отвечать ряду требований:

давать надежный эффект;
не оказывать вредного влияния на слизистую оболочку дыхательных путей;
не разрушать дезинфицирующие детали;
быть доступными и простыми в употреблении.

Одним из наилучших дезинфицирующих средств является этиловый спирт. Погружение указанных выше деталей на 20-30 минут в 70° этиловый спирт дает хороший обеззараживающий эффект. После использования спирт может быть сохранен для повторного обеззараживания.

Возникает вопрос, как часто должны дезинфицироваться наркозные аппараты и инструментарий?

Резиновые детали и присоединительные элементы аппарата должны обязательно подвергаться дезинфекции особенно после наркотизирования больного, страдающего инфекционным заболеванием легкого. После больных со здоровой дыхательной системой допускается периодическая дезинфекция наркозного аппарата (примерно один раз в неделю). А механическая чистка - мытье частей и деталей аппаратов-должна производиться после каждого наркоза.

Если операция производилась по поводу эхинококка легкого или у наркотизируемого была активная форма туберкулеза, то после обмывания теплой водой с мылом эндотрахеальные трубки, маски, переходники, мешок и другие подсобные инструменты нужно обработать формалином, а затем кипятить в течение 3 минут.

Стерилизация интубационных трубок

Интубационные трубки после употребления отделяют от переходника, тщательно промывают горячей водой с мылом, обращая особое внимание на чистоту внутренней поверхности. Для очистки ее удобнее пользоваться специальной щеткой или проволочным мандреном. В петлю на конце мандрена вставляют марлевый тампон, смоченный теплой водой и намыленный мылом. Мандрен вводится в трубку, и внутренняя поверхность ее таким образом хорошо очищается от слизи, крови, гноя и т. п.

После мытья трубка тщательно ополаскивается под сильной струей воды и насухо протирается марлей, смоченной эфиром.

Стерилизация интубационных трубок может осуществляться одним из многих существующих способов - кипячением, хранением в спирте различной концентрации, в растворе сулемы, фурацеллина, риваноля и др. Однако, какой бы из этих методов ни применялся, по окончании наркоза трубка тщательно промывается, как сказано выше, а затем стерилизуется.

Кипячение - самый надежный способ стерилизации, однако он отражается на качестве резины. Трубки становятся менее эластичными - деформируются.

Одним из методов стерилизации является следующий: после тщательного промывания трубку на 4-5 минут погружают в кипящую воду или кладут на 2 часа в 70° спирт.

По другой методике трубки после экстубации моются также под проточной водой с мылом и внутри и снаружи, затем просушиваются и протираются раствором сулемы (1:5000) или 2% раствором хлорамина. После этого трубки ополаскивают водой и протирают 96º спиртом.

Практически трубки используются на следующий день, поэтому некоторые из них до употребления хранят в сухом виде в стерильном биксе или в растворе фурацеллина (5:5000). Лучше содержать трубки в круглой стеклянной банке, что сохраняет необходимую кривизну их.

Перед употреблением после проверки просвета трубки и целости манжетки трубку следует многократно протереть марлей, смоченной 70° спиртом, и дать просохнуть. Перед интубацией трахеальный конец трубки для облегчения введения рекомендуется смазать 1% дикаиновой мазью на глицерине или просто чистым глицерином. Достоинством глицерина является легкая смываемость его водой. При этом трубка не подвергается порчи.

Воздуховоды, зубные распорки, угловые трубки, металлические инструменты и т. д. стерилизуются кипячением или автоклавированием. Предварительно все эти предметы также подвергаются тщательному промыванию под струей горячей воды с мылом. Затем они просушиваются и протираются 70″ спиртом. Стерилизация высокой температурой не отражается на качестве этих предметов.

Стерилизация ларингоскопа представляет более трудную задачу. Существуют различные способы ее. Если лампочка и электропроводка у ларингоскопа съемные, то их снимают, а ларингоскоп кипятят. Профессор Мешалкин предлагает мыть клинок ларингоскопа в проточном 95% растворе нашатырного спирта, а затем протирать его 70° спиртом.

Другой способ стерилизации ларингоскопа заключается в том, что вначале во избежание повреждения осветительные части протирают влажной, хорошо отжатой марлей, а затем сулемой (1:5000) или 2% раствором хлорамина, после чего обрабатывают 96° спиртом. Клинки ларингоскопа и тубусы бронхоскопа после промывания погружают в раствор фурацеллина (1:5000). Перед употреблением протирают стерильной салфеткой.

Обеззараживание комnлектующих деталей, отдельных узлов и блоков аппаратов ИН, ИВЛ

Таблица. Экспозиция и концентрация дезинфицирующих растворов при анаэробной инфекции и туберкулезе. Нажмите, чтобы увеличить

Комплектующие детали из резины и пластмасс: эндотрахеальные трубки, трахеотомические канюли, ротоглоточные воздуховоды, лицевые маски, мундштуки-загубники. Присоединителъные элементы: коннекторы, адаптеры, тройники, соединительные втулки, составные части нереверсивного клапана дезинфицурют любых из приведенных ниже дезинфицирующих средств: 3% раствор перекиси водорода (180 мин.), 3% раствор формальдегида (30 мин.), 3% раствор хлорамина (60 мин.), 1% раствор дезоксона (20 мин.) при температуре от 18 до 20 градусов Цельсия. Изделия после обеззараживания отмываются последовательно в двух порциях стерильной воды, затем сушат и хранят в асептических условиях

Дыхательные шланги: малый гофрированный шланг, корпус увлажнителя, сборники конденсата промывают водой, помещают в моющий р-р (0,5 % перекиси водорода с моющим р-ром), затем подогревают до 50 градусов. Далее нужно вымыть детали марлевым тампоном, прополоскать детали струей проточной водой. Поместить в один из дезинфицирующих растворов:

1% р-р дезоксона
3 % р-р перекиси водорода
3 % р-р формальдегида
3 % р-р хлорамина

Время экспозиции для данных дезинфицирующих веществ указано выше
Изделия после обеззараживания отмываются последовательно в двухпорциях стерильной воды, затем тщательно высушивают

Дыхательный мешок (мех) заполняют моющим раствором (0,5 перекиси водорода с моющим раствором), встряхивают (для лучшего промывания), промывнют водой и погружают в емкость в один из дезинфицирующих растворов:

3 % р-р перекиси водорода
3 % р-ра формальдегида
3 % р-р хлорамина
1 % р-р дезоксона

После обеззараживания дыхательный мешок промывают стерильной водой и в горловину вводят расширитель. Сушку меха осуществляют в подвешенном состоянии в асептических условиях

Воздуховод циркуляционной системы, клапаны резиркуляции (вдоха и выдоха), предохранительные клапаны кипятят в дистилированной воде или же погружают в дезинфицирующие растворы указанные выше. В аппаратах «Полинаркон-2», «Полинаркон-2П», «Наркон-2», «РД-4» необходимо полностью разбирать воздуховод и клапаны
Изделия после обеззараживания отмываются последовательно в двух порциях стерильной воды, тщательно высушивают стериальнйо простыней

Перед обеззараживанием адсорбера из него удаляют адсорбент, а затем заливают моющим раствором и подогревают

Рамку адсорбера протирают марлевым тампоном, смоченным в моющем растворе

Адсорбер - уплотняющую прокладку погружают в любые из вышеуказанных дезинфирующих средств. Экспозиция также указана выше. Изделия после обеззараживания отмываются последовательно в двух порциях стерильной воды, затем сушат и хранят в асептических условиях

Примечание. Для металлических деталей с никелевым и хромовым покрытиями обеззараживание раствором дезоксона исключается, так как этот раствор вызывает коррозию металлов

Факт обсеменения наркозных аппаратов и аппаратов ИВЛ патогенной микрофлорой и возможность перекрестного инфицирования больных очевидны. Основное или сопутствующее заболевание также способствует снижению сопротивляемости организма. Доказано отрицательное влияние продленной ИВЛ на состояние слизистой оболочки дыхательных путей и активность мерцательного эпителия. Перекрестное инфицирование и различные предрасполагающие факторы увеличивают опасность возникновения инфекционного процесса, что определяет необходимость в очистке и обеззараживании наркозно-дыхательной аппаратуры.

При проведении предварительной очистки уменьшается количество патогенных микроорганизмов, удаляются пирогенные вещества, кусочки тканей и органические остатки, которые могут быть токсичными или препятствуют процессу дезинфекции. Для предварительной очистки применяются самые разнообразные моющие средства. Широко используется 0,5% раствор перекиси водорода, который является хорошим окислителем, в сочетании с современными синтетическими моющими средствами (“Новость”, “Прогресс”, “Сульфанол“ и т.п.). Перечисленные средства обладают высокой очищающей способностью, не влияют на качество стекла, металла, пластмасс, резины, легко смываются. При температуре 50 о С их активность значительно возрастает.

Промытые под проточной водой детали аппаратов замачивают в свежеприготовленном моющем растворе в течение 15-20 мин. Затем ватно-марлевыми тампонами моют отдельно каждую деталь. Тампоны используют однократно. Вымытые детали прополаскивают в проточной и ополаскивают в дистиллированной воде. Затем их протирают медицинским спиртом. После этого все предметы должны быть выложены на стерильную простыню и тщательно высушены. Этим методом можно снизить бактериальное обсеменение более чем в тысячу раз.

При последующей дезинфекции учитывается, из какого материала изготовлены детали аппарата. Для термостойких материалов самым простым методом дезинфекции является кипячение в течение 30-35 мин в дистиллированной воде с добавлением гидрокарбоната натрия (20 г/л) или стерилизация в автоклаве водяным паром при 134 °С. Для нетермостойких материалов лучше использовать химическую дезинфекцию с применением одного из следующих средств: 3% раствора перекиси водорода (экспозиция 80 мин), 3% раствора формальдегида (экспозиция 80 мин), или одного из официнальных дезинфицирующих растворов (“Аламинол”, “Лизетол” и т. п.). При обсеменении микобактериями туберкулеза экспозицию увеличивают до 2 ч, а при обсеменении возбудителем столбняка или газовой гангрены - до 4 ч. Температура дезинфицирующих растворов должна быть не ниже 18 °С. После дезинфекции все детали должны быть промыты стерильной дистиллированной водой и высушены. Хранить их следует в стерильных условиях.

Больше всего обсеменению микроорганизмами подвержены те части аппаратов, через которые постоянно проходит выдыхаемая газовая смесь. В результате микробы оседают на всех присоединительных элементах, коннекторах, гофрированных шлангах, которые следует дезинфицировать по описанной методике после каждого использования.

Наружные поверхности аппаратов подлежат ежедневной очистке водой с моющими средствами. Особенно тщательно следует чистить места около кнопок, вентилей, кранов и ручек. Окончательная обработка - протирка салфетками из марли, смоченными 1% раствором хлорамина. Если аппарат использовался у инфицированного больного, то после использования (или ежедневно при продолжительном применении) аппарат незамедлительно должен быть вымыт 3% раствором перекиси водорода с моющим средством, а затем тщательно двукратно обработан 1% раствором хлорамина с интервалом между протираниями 10-15 мин.

Дезинфекция аппаратов в собранном виде осуществляется парами формальдегида. После мытья присоединительных элементов и шлангов аппараты собирают и к тройнику пациента присоединяют емкость с 10% раствором формальдегида. Емкость ставят на электронагревательный прибор и доводят раствор до кипения; при этом пары формальдегида непрерывно поступают в аппарат. Экспозиция составляет 60 мин, а при инфицировании микобактериями туберкулеза - 90 мин. Нейтрализацию паров формальдегида производят, подключая к аппарату тем же способом емкость с 10% раствором аммиака (экспозиция - 30 мин). Затем аппарат продувают воздухом в течение 30-50 мин. Минутный объем вентиляции при обеззараживании аппаратов в собранном виде должен быть не менее 20 л/мин.

Очистка и обеззараживание наркозно-дыхательной аппаратуры требует достаточно много времени и специально выделенного персонала. Описанными методами можно обойтись в хирургических стационарах и отделениях интенсивной терапии малой и средней мощности. В больших многопрофильных хирургических клиниках все большее применение находят специальные дезинфицирующие камеры с большой пропускной способностью. В качестве примера можно привести дезинфицирующую камеру «Aseptor 8800» фирмы Dräger (Германия). Это полностью автоматизированная камера для дезинфекции крупных медицинских аппаратов, включая наркозные аппараты и респираторы. В качестве дезинфицирующего средства служит формальдегид. В каждой камере можно одновременно дезинфицировать 2-5 аппаратов в собранном виде. Одновременно происходит обеззараживание не только поверхности аппаратов, но и внутренних просветов патрубков, шлангов, мешков и т. д. Формальдегид нейтрализуется аммиаком, а затем камера “продувается” воздухом. Таким образом, всего за 40-120 мин один человек может провести обеззараживание нескольких аппаратов.

Контроль за эффективностью качества очистки комплектующих изделий из органических соединений осуществляют путем постановки различных проб (бензидиновая, фенолфталеиновая). Контроль обеззараживания проводят путем смыва с внутренних поверхностей масок, коннекторов, шлангов, воздуховодов и т. п. с последующим посевом на питательные среды на предмет наличия патогенной флоры.

4.5. Инкубаторы и открытые реанимационные системы (ОРС). Поддержание оптимального микроклимата - одно из основных требований при лечении недоношенных детей и новорожденных высокой степени риска. Известно, что даже незначительный холодовой стресс снижает выживаемость младенцев. Поэтому необходимо поддерживать нейтральную температуру окружаещей Среды, при которой для сохранения нормальной температуры тела требуется минимальный уровень потребления кислорода. Ориентировочные значения нейтральной температуры окружающей среды представлены в табл. 4.7.

Табл. 4.7. Значения нейтральной температуры (С о )
	Масса тела (г)

0-12 часов

26-96 часов
4-14 суток

Для поддержания микроклимата при выхаживании новорожденных используются инкубаторы и открытые реанимационные системы (Рис. 4.20.)

Инкубатор - это закрытая пластиковая камера в которой контролируется и поддерживается температура ребенка, температура и влажность воздуха, концентрация кислорода дыхательной смеси. Кроме того, в инкубаторе имеются устройства и приспособления, обеспечивающие проведение различных лечебно-диагностических манипуляций (взвешивание, изменение положения тела, проведение фототерапи, рентгенографии и др.).

В инкубаторе температура тела обычно поддерживается с помощью системы сервоконтроля, при этом температурный датчик фиксируется на коже ребенка. Идеальным местом фиксации датчика является левое подреберье. Не следут закреплять датчик над ребрами или областью печени, так как это может привести как к охлаждению, так и к перегреванию ребенка.

Система сервоконтроля обеспечивает высокоточное ( 0.1 о С) поддержание температуры, однако она имеет и свои недостатки. Автоматический контроль маскирует изменения температуры тела при инфекционных заболеваниях, а при отклеивании датчика возможно перегревание ребенка.

Современные инкубаторы позволяют достаточно точно контролировать влажность воздуха, что особенно важно при выхаживании недоношенных детей. Так если для новорожденных с массой тела более 1500 г обычно достаточно поддерживать относительную влажность на уровне 50-70%, то для детей с экстремально низкой массой тела необходима влажность порядка 90-95% , что позволяет сократить объем неощутимых потерь жидкости.

При отсутствии нарушений герметичности (закрытые окошки), в инкубаторе может автоматически поддерживаться необходимая ребенку концентрация кислорода в дыхательной смеси. Все установленные параметры микроклимата контролируются встроенной мониторной системой.

Кроме стационарных выпускаются и транспортные модели инкубаторов. Это полностью автономные устройства, имеющие собственные источники энергообеспечения, газоснабжения, аппараты для искусственной и вспомогательной вентиляции легких, инфузионной терапии, мониторные приборы и т.д. Транспортные инкубаторы позволяют минимизироватьопасность транспортировки новорожденных, особенно при перевозке на большие расстояния и в неблагоприятных климатических условиях.

Открытые реанимационные системы (Рис. 4.21.) с источником лучистого тепла имеют свои преимущества - облегчается доступ к ребенку при проведении большого количества лечебно-диагностических манипуляций, уменьшаются колебания температуры и влажности в процессе лечения, как это бывает при частом открывании окошек инкубатора. При выхаживании новорожденных в ОРС нередко используют пластиковый экран или прозрачное пластиковое обдеяло, которые позволяют существенно уменьшить неощутимые потери жидкости у ребенка.

Обеззараживание аппаратов ИВЛ является необходимой мерой для предупреждения перекрестного инфицирования больных и профилактики внутрибольничной инфекции.

Дыхательный контур аппаратов - это полая газопроводящая система, которая находится в тесном контакте с воздухом, выдыхаемым и вдыхаемым больными. Бактериальному обсеменению подвергаются элементы дыхательного контура, которые находятся в непосредственном контакте с кожей и слизистой оболочкой дыхательных путей больных (лицевые маски, трахеальные трубки, трахеостомические канюли, мундштуки-загубники и т.д.) Установлено также распространение микроорганизмов с потоком выдыхаемого газа по линии выдоха дыхательного контура, откуда при работе по реверсивному (закрытому, полузакрытому) дыхательному контуру микрофлора сво-

бодно проникает в линию вдоха. Однако и при работе по нереверсивному(открытому, полуоткрытому) дыхательному контуру узлы аппаратов, составляющие линию вдоха, также подвергаются бактериальному загрязнению. В первую очередь это касается присоединительных элементов(коннекторов, адаптеров, тройников, всевозможных соединительных трубок и т.д.), составляющих так называемую неразделенную часть дыхательного контура, но микрофлора проникает также и в шланг вдоха. Этому способствует диффузия водяных паров, несущих микроорганизмы, пульверизационный (разбрызгивающий) эффект газовой струи, кашель больных внутрь аппарата, так называемый эффект перепуска клапанов вдоха и т.д.

При работе по нереверсивному контуру, если выдыхаемый газ по шлангу выдоха поступает в аппарат (это свойственно большинству аппаратов ИВЛ), а не выходит наружу непосредственно из нереверсивного клапана, инфицирование больного может наступить в результате стекания из шланга выдоха в дыхательные пути больного конденсата, обильно насыщенного патогенной микрофлорой. Наконец, необходимо учитывать поступление в дыхательные пути больного бактериальной микрофлоры окружающего воздуха, зараженность которого может быть значительно увеличенной также за счет выброса патогенных микроорганизмов из линии выдоха аппаратов, особенно при одновременной ИВЛ у нескольких больных в одном помещении.

Таким образом, можно считать доказанным как сам факт обсеменения аппаратов бактериальной микрофлорой, так и возможность перекрестного инфицирования ею больных [Вартазарян Д.В., Курпосова Л.М. и др., 1980; Lumley, 1976]. Однако если возможность внесения бактерий в дыхательные пути доказана, то все еще спорным остается вопрос о последствиях такого инфицирования. Достаточно ли количество микроорганизмов и настолько ли они вирулентны, чтобы преодолеть иммунологические барьеры и, в частности, фагоцитарную активность слизистой оболочки дыхательных путей и вызвать патологические процессы? Ряд исследователей выражают сомнение по этому поводу . Однако другие авторы считают, что больные, у которых применяется дыхательная аппаратура, весьма подвержены респираторным заболеваниям. У многих из них организм ослаблен основным или сопутствующими заболеваниями, снижающими сопротивляемость; интубация или трахеостомия, а также само по себе воздействие ИВЛ, особенно при недостаточном увлажнении и обогреве вдыхаемого газа, могут влиять на состояние слизистой оболочки и активность мерцательного эпителия дыхательных путей. Все это увеличивает опасность возникновения патологического процесса вслед за перекрестным инфицированием и делает необходимыми меры по обеззараживанию аппаратов искусственной вентиляции легких.

Микрофлора аппаратов и ее локализация. Микробная флора, обна-

руживаемая в аппаратах ИВЛ, чрезвычайно разнообразна. Наиболее часто встречается золотистый, стафилококк, синегнойная палочка, пневмобактерия Фридлендера, негемолитический и зеленящий стрептококки, а также другие микроорганизмы, в том числе микобактерии туберкулеза.

Наибольшая бактериальная обсемененность наблюдается в тройнике пациента и коннекторах, в шланге (особенно гофрированном) и клапане выдоха, в увлажнителе и сборнике конденсата. Бактериальное загрязнение адсорбера и испарителей анестетиков чрезвычайно мало, что может быть объяснено бактериостатическим действием натронной извести и жидких анестетиков. При прочих равных условиях бактериальное загрязнение металлических деталей значительно меньше, чем деталей из резины и особенно пластмасс. Объясняется это явлениями аутостерилизации за счет олигодинамического действия ионов металла, а также тем, что гладкие металлические поверхности не удерживают большого количества частиц, несущих микроорганизмы.

Некоторые определения. Обеззараживание (деконтаминация) - процесс, приводящий к устранению загрязнения и снижению, вплоть до полного уничтожения, бактериальной обсемененности объектов, подвергаемых соответствующей обработке. Таким образом, обеззараживание - это общий термин, подразумевающий и очистку, и дезинфекцию, и стерилизацию.

Очистка - удаление инородных веществ с поверхностей объекта, приводящее к уменьшению (но не уничтожению) бактериального загрязнения.

Дезинфекция - уничтожение только вегетативных(неспорообразующих) форм бактерий. Сравнительно недавно этот термин относился к уничтожению только патогенных микроорганизмов. Однако в настоящее время понятие «патогенный» и «непатогенный» микроорганизмы утратило свое абсолютное значение. Дезинфекция считается достигнутой при уничтожении 99,99% бактерий.

Стерилизация - уничтожение всех микроорганизмов, в том числе вегетативных форм бактерий, спор, вирусов; не может иметь места понятие «практически стерильный»: объект может быть либо стерильным, либо нестерильным.

МЕТОДЫ ОБЕЗЗАРАЖИВАНИЯ

Сложность устройства аппаратов ИВЛ, наличие в их конструкции труднодоступных участков, а также различных по физико-химическим свойствам материалов ограничивают применение многих широко используемых методов и средств дезинфекции и стерилизации. Поэтому ни в коем случае не следует игнорировать любые доступные методы обеззараживания, приводящие если не к полному уничтожению, то к значительному снижению бактериальной загрязненности аппаратов.

Очистка аппаратов. Обязательным условием надежности обеззараживания аппаратов является предварительная или так называемая предстерилизационная очистка. Она должна уменьшить количество микроорганизмов и удалить пирогенные вещества, кусочки тканей и органические остатки, которые могут быть токсичными сами по себе или препятствовать дальнейшему процессу дезинфекции или стерилизации.

Наиболее широко распространенным методом очистки является применение водных растворов моющих средств. При этом съемные и разборные детали, а также присоединительные элементы аппаратов подвергаются очистке (мойке) путем полного погружения в растворы, а поверхности частей или весь аппарат, если они не могут быть погружены в растворы, подвергаются протиранию моющими средствами.

Существуют следующие способы мойки: ручной, механизированный с помощью специальных моечных машин и ультразвуковой.

Ручная мойка деталей аппаратов и присоединительных элементов. Процесс мойки включает ряд последовательных этапов:

1. Разборка узлов, снятие шлангов, присоединительных элементов, крышек клапанных коробок, отсоединение и опорожнение сборников конденсата и т.д.

2. Предварительная промывка разобранных узлов, которую осуществляют под струёй очень теплой проточной воды с мылом и как можно быстрее после применения аппаратов.

3. Замачивание, при котором раствор проникает через загрязняющие наложения, размягчает их и отделяет от поверхности объектов. Обрабатываемые элементы погружают на 15 мин в свежеприготовленный горячий раствор моющего средства. Последнее необходимо выбирать по его детергентным свойствам, а не по дезинфицирующему действию.

Согласно рекомендациям Всесоюзного научно-исследовательского института дезинфекции и стерилизации (ВНИИДиС), лучшие результаты мойки обеспечиваются применением 0,5% раствора перекиси водорода и моющего средства («Новость», «Лотос», «Астра», «Прогресс», «Сульфанол», «Триас- А»). Синтетические моющие средства в0,5% концентрации обладают высокой моющей способностью, хорошо разрыхляют различного рода загрязнения, не влияют на качество металла, пластмасс, резины и легко с них смываются. При температуре 50°С активность моющих растворов возрастает.

Для приготовления 1 л моющего раствора 0,5% концентрации следует брать 20 мл пергидроля (30-33% Н2 О2 ), 975 мл водопроводной воды, нагретой до 50°С, и 5 г моющего средства.

4. Окончательная мойка осуществляется в том же растворе, в котором были замочены элементы и детали аппаратов. Детали моют ватно-марлевыми тампонами или пыжами. Не следует пользоваться для мытья щетками или «ершами», от которых могут остаться на внутренних поверхностях деталей щетинки. Марлевые тампоны и пыжи после однократного использования следует выбрасывать.

5. Прополаскивание после мойки удаляет с деталей остатки моющего раствора. Вымытые детали прополаскивают сначала в проточной, а затем в дистиллированной воде.

Предварительную промывку, замачивание и мойку деталей удобно проводить в любой моечной установке, имеющей две рядом расположенные раковины. Пензенский завод «Дезхимоборудование» выпускает специальную мойку с двумя отделениями, снабженную смесителем для холодной и горячей воды с душевой сеткой на гибком шланге. Такая мойка входит в«Комплекс оборудования для оснащения центра обработки наркозно-дыхательной аппаратуры».

6. Сушка. Чистые детали выкладывают на стерильную простыню и тщательно высушивают. Если детали не будут подвергаться дальнейшему обеззараживанию, то сушка важна потому, что влага способствует росту грамположительных бактерий. Если же для дальнейшего обеззараживания применяется жидкий дезинфектант, то остатки воды на поверхности деталей будут разбавлять раствор дезинфектанта и понизят его эффективность.

Очистка, проведенная по указанной выше методике, по данным ВНИИДиС, снижает бактериальную обсемененность в 1000 раз.

Ручная мойка имеет ряд недостатков: большие трудозатраты, прямое соприкосновение рук персонала с загрязненными деталями и моющим раствором, невозможность строго регламентировать качество очистки, которое зависит от квалификации и усердия персонала. Поэтому все более широкое применение находит способ механизированной мойки. Он осуществляется в специальных моечных машинах. Заводом «Дезхимоборудованне» выпускается «Машина моечная стационарная для элементов наркозно-дыхательной аппаратуры». Она входит в состав упомянутого выше комплекса. После предварительной промывки и замачивания детали помещают в специальную кассету, которую устанавливают в моечную машину. В автоматическом режиме

в течение 30 мин осуществляется мойка деталей горячим(45°С) раствором синтетических моющих средств и прополаскивание. Кассета с вымытыми деталями перемещается на специальной подвижной стойке и устанавливается в гнезде сушильного устройства. Сушка деталей осуществляется потоком фильтрованного воздуха, нагретого до 60°С.

В последние годы используются ультразвуковые моющие установки, производящиеся во многих странах. Ультразвуковая очистка достигается

благодаря кавитации, возникающей под действием ультразвука, а также вследствие «эффекта перемешивания» растворителей.

В ультразвуковом дезинфекционном промывателе моделиRS-500D фирмы «Татэбэ» (Япония) сочетание ультразвуковых воздействий мощностью до 600 Вт с покачиванием моечной камеры обеспечивает удаление воздуха из очищаемых изделий и перемешивание моющего раствора, что повышает эффективность промывки. Мощная форсунка со скрещиванием струй обеспечивает быстрый и равномерный смыв. Примерно через каждые 2 мин осуществляется автоматический спуск грязной воды. В медицинском ультразвуковом очистителе Ми-212 фирмы «Шарп корпорейшн» (Япония), помимо очистки, осуществляется и дезинфекция за счет использования раствора хлоргексидина.

Универсальная ультразвуковая установка для очистки различного рода загрязнений лабораторной посуды, медицинского инструмента и мелких деталей выпускается и в нашей стране.

Дезинфекция аппаратов. Тепловые методы. Для обеззараживания аппаратуры наиболее широкое применение находит так называемое влажное тепло.

Пастеризация. Детали погружают на 10-15 мин в воду, нагретую до 65-70°С. Погружение должно быть полным. Имеются специальные установки для пастеризации, представляющие собой водяные бани с нагревателями и извлекаемыми сетками для деталей. Подвергшиеся пастеризации детали тщательно высушивают в стерильных простынях и сохраняют сухими в асептических условиях. Пастеризация разрушает большую часть неспорообразующих бактерий. Преимущества этого метода в его простоте и отсутствии повреждающего действия на материал деталей.

Кипячение. Продолжающееся, не менее 30 мин кипячение при100°С убивает все вегетативные (неспорообразующие) бактерии, большинство спорообразующих и почти все вирусы. Для надежной дезинфекции необходимо учитывать высоту над уровнем моря и на каждые 300 м подъема над уровнем моря удлинять время кипячения на5 мин. Во избежание образования на деталях накипи следует пользоваться дистиллированной водой. Для более эффективного разрушения спор, а также для предотвращения коррозии металлов рекомендуется подщелачивать воду добавлением гидрокарбоната натрия в количестве 20 г/л. Все детали при кипячении должны быть покрыты слоем воды не менее5 см. После кипячения, как и после пастеризации, детали должны быть высушены и законсервированы в асептических условиях. Достоинство метода - его простота, эффективность, доступность. Недостаток

Кумулятивное разрушающее действие по отношению к нетермостойким материалам аппаратов.

Химические методы. Все химические дезинфектанты должны быть высокоэффективными, простыми в эксплуатации и позволяющими избежать токсического действия для больных и персонала, не должны разрушать материал аппаратов при многократной дезинфекции. Следует учитывать, что ни один из дезинфектантов не гарантирует полного уничтожения всех вегета-

тивных бактерий. Грамотрицательные микроорганизмы труднее убиваются химическими дезинфектантами, чем грамположительные. Туберкулезные и другие кислотоустойчивые бациллы обладают высокими свойствами сопротивления, а споры - еще большими.

Активность дезинфектантов возрастает при более высоких концентрациях и температурах растворов. Большие объемы растворов являются более эффективными при одинаковой их концентрации; чем длительнее погружение, тем эффективнее обеззараживание (однако следует учитывать, что раствор дезинфектанта при нахождении в нем объектов дезинфекции считается действующим не более 24 ч). Все химические дезинфектанты инактивируются обильным промыванием водой, мылом, синтетическими детергентами.

Формальдегид. Бесцветный газ, хорошо растворимый в воде, с резким запахом. Водные растворы формальдегида успешно применяются в качестве дезинфицирующего средства в жидком и парообразном виде, обладают высокой бактерицидной активностью. В качестве жидкого дезинфектанта используют 3% раствор формальдегида, который заливают в плотно закрываемые емкости из стекла, пластмассы или эмалированного металла. Дезинфекцию производят при полном погружении деталей в раствор в течение30 мин. Экспозицию увеличивают до90 мин при инфицировании микобактериями туберкулеза. Для нейтрализации формальдегида детали промывают 10% раствором аммиака и погружают на60 мин в стерильную воду, периодически прополаскивая до полного удаления остатков аммиака и запаха формальдегида.

Перекись водорода. Является хорошим окислителем. Эффективна преимущественно в отношении грамотрицательной флоры. Выпускается промышленностью в виде 30-33% водного раствора под названием«Пергидроль». Для дезинфекции употребляют 3 % водный раствор, в который погружают детали на 80. мин. Прополаскивание, сушка и хранение деталей аналогичны описанным выше. В рекомендуемой концентрации растворы перекиси водорода не вызывают коррозии металлов, не портят резиновые и пластмассовые поверхности.

Хлоргексидин (гибитан) .

Фильтры, помещенные в линии вдоха аппаратов ИВЛ, защищают пациентов от инфицирования микроорганизмами с потоком вдыхаемого газа, а расположенные в линии выдоха- предотвращают микробное обсеменение аппаратов и окружающей среды.

Фильтр включает стакан-корпус и патрон для фильтрующей ткани, которая обеспечивает защиту дыхательных путей от бактерий и частиц размером свыше 5 мкм. Задерживающая способность фильтра «ФИБ-1» составляет

99,99% при непрерывном прохождении воздуха, обсемененного микроорганизмами со скоростью30 л/мин в течение не менее11 ч. Сопротивление фильтра потоку не превышает 6 мм вод.ст.

В аппаратах ИВЛ применяются также противопылевые фильтры, устанавливаемые на патрубке, через который в аппарат поступает воздух окружающей атмосферы. Поскольку микроорганизмы в значительном количестве адсорбируются пылевыми частицами и иными воздушными взвесями, противопылевые фильтры осуществляют также антибактериальную защиту вдыхаемого воздуха. В аппаратах ИВЛ РО-6Н, РО-6Р и РО-6-03 на входе в аппарат установлены противопылевые устройства, включающие сменный бесклапанный противопылевой респиратор ШБ-1 («Лепесток-5»).

Ряд важных методических вопросов остаются нерешенными, например, когда следует проводить стерилизацию, а когда достаточна только дезинфекция аппаратов; с какой периодичностью и какими предпочтительными методами осуществлять обеззараживание; решать ли эти вопросы однозначно или дифференцированно для разных узлов и деталей аппарата и для всего аппарата в целом?

Можно было бы подходить к решению этих трудных вопросов с позиции максималистских требований: «все узлы», «весь аппарат в целом», «обязательно стерилизовать», «как можно чаще» и т.д. Но тогда возникает так называемая дилемма стерилизации : с одной стороны, желание идеального результата, а с другой - высокая трудоемкость, необходимость значительного числа сменных запасных аппаратов и деталей к, нимкумулятивное разрушение материалов и более быстрый износ аппаратуры.

Однако бесспорно, что существует необходимость обеззараживать аппараты ИВЛ. А это значит, что медицинский персонал, во-первых, должен знать методы очистки, дезинфекции и стерилизации аппаратов ИВЛ, вовторых, иметь соответствующее техническое оборудование для их выполнения, в-третьих, располагать такими аппаратами ИВЛ, конструкция и материалы которых дают возможность проведения наиболее предпочтительных и рациональных методов обеззараживания.

Основные правила, изложенные в этой главе, а также в «Инструкции по очистке (мойке) и обеззараживанию аппаратов ингаляционного наркоза и искусственной вентиляции легких» и в ОСТе 42-2-2 - 77 «Стерилизация и дезинфекция изделий медицинского назначения. Методы, средства и режимы», должны стать основой разумных решений и действий, с одной стороны, медицинского персонала, а с другой- разработчиков медицинской аппаратуры.

ОСНОВНЫЕ ПРАВИЛА БЕЗОПАСНОЙ ЭКСПЛУАТАЦИИ АППАРАТОВ ИВЛ

Эксплуатация аппарата ИВЛ, как и любого технического средства, требует соблюдения соответствующих правил безопасности. Однако специфические особенности этого вида медицинской техники требуют повышенного внимания к обеспечению безопасности пациентов и медицинского персонала, поскольку аппараты ИВЛ часто применяются, когда пациент находится в критическом состоянии, и нарушение безопасной работы аппарата может причинить больному непоправимый вред; аппараты работают на электроэнергии и (или) энергии сжатых газов, в том числе кислорода, а иногда и с использованием взрывоопасных анестетиков. При использовании аппаратов следует соблюдать особую осторожность, так как может возникнуть опасность электроили баротравмы. Поэтому прежде всего необходимо соблюдать общие правила по технике безопасности для медицинской аппаратуры.

В помещениях, где применяются аппараты, должны соблюдаться действующие в системе Министерства здравоохранения СССР правила безопасности и производственной санитарии.

ФУНКЦИОНАЛЬНАЯ БЕЗОПАСНОСТЬ АППАРАТОВ ИВЛ

Термин «функциональная безопасность» определим как совокупность обязательных мер, предотвращающих возможность нанести вред пациенту или медицинскому персоналу при использовании конкретного вида медицинской техники. Когда к аппарату ИВЛ подводят сжатые газы, то необходимо предотвратить возможность попадания во входную линию аппарата любого другого газа, кроме того, для которого она предназначена. Известны случаи подачи углекислого газа в линию, предназначенную для кислорода. Такая опасность должна предотвращаться применением невзаимозаменяемых для разных газов соединений между их источниками и аппаратом, надлежащей маркировкой соединительных устройств. Прокладка газовых -ма гистралей внутри аппарата также должна осуществляться с применением невзаимозаменяемых соединений и надлежащей маркировки. В процессе эксплуатации недопустимо заменять невзаимозаменяемые соединения другими.

Необходимо соблюдение мер, предотвращающих чрезмерное повышение давления в дыхательном контуре. Для этих целей применяют устройство типа «водяной затвор» (аппараты ДП-8, РО-2, РО-5, РО-6, «Энгстрем-150 и - 200»). Предельное давление в нем определяется высотой столба воды, в которую опущена трубка, соединенная с дыхательным контуром. Поэтому, изменяя количество залитой в водяной затвор воды, можно легко изменить пороговое значение давления. Для этих же целей используют гравитационные и пружинные предохранительные клапаны, сходные по конструкции и характеристикам.

В современных аппаратах, где предусмотрено измерение давления дыхательного цикла с помощью электроманометра(«Спирон-101», «Сервовен- тилятор-900», «Универсальный вентилятор UV-1» и др.), функция ограничения максимального давления осуществляется путем переключения аппарата со вдоха на выдох, даже если отведенное на вдох время еще не истекло. В на-

стоящее время принято считать, что давление в дыхательном контуре -ап парата не должно превышать 10 кПа (100 см вод.ст.), в необходимых случаях целесообразно иметь возможность ограничивать давление и на более низких значениях. Разрежение обычно ограничивают величиной1,5 кПа (15 см вод.ст.).

Во время эксплуатации не следует допускать блокирования или отключения предохранительных устройств, так как при некоторых неисправностях, особенно в аппаратах с пневматическим приводом, нельзя исключить опасное повышение давления в дыхательном контуре. Оно может также возникнуть в случае невнимательного управления аппаратом, например при подаче большого дыхательного объема пациенту с низкой растяжимостью легких. Гравитационным и пружинным предохранительным клапанам свойствен общий недостаток: вследствие редкого срабатывания их рабочие поверхности слипаются, так что для первого срабатывания может потребоваться давление, которое значительно больше порогового значения. Поэтому действие таких клапанов следует периодически проверять и периодически очищать их рабочие поверхности. Необходимо следить за уровнем воды в водяном затворе, не допуская его снижения вследствие испарения.

В аппаратах ИВЛ должна предусматриваться возможность быстрого перехода в аварийной ситуации на вентиляцию вручную. Модели, предназначенные для длительного применения, должны комплектоваться мехом или саморасправляющимся мешком; подключение их к пациенту должно быть предельно простым. Обычный дыхательный мешок для этих целей непригоден, поскольку не может обеспечить вентиляцию в случае прекращения подачи сжатого кислорода. Следует стремиться к тому, чтобы при проведении ИВЛ вручную сохранялась возможность обогрева, увлажнения и очистки вдыхаемого газа, а также измерения параметров вентиляции. Нельзя допускать даже временного изъятия из аппарата устройства для аварийной ИВЛ.

Для уверенного и безопасного применения аппарата ИВЛ в критической ситуации непостоянным кругом операторов необходимо рационально располагать и маркировать органы управления, оснащать аппараты необходимыми блокировками, защищающими от неправильного управления. Например, на лицевой панели аппарата РО-6 размером и формой выделены рукоятки для установки основных параметров ИВЛ- дыхательного объема и минутной вентиляции; все органы управления снабжены надписями, конструктивно выделены органы управления вспомогательной ИВЛ и периодическим раздуванием легких. Предусмотрена специальная кнопка, без ее нажатия аппарат нельзя перевести в режим с удвоенными значениями объема и вентиляции. Имеется блокировка и в системе периодического раздувания легких, при выключении которой невозможно оставить постоянно действующим повышенное сопротивление в линии выдоха.

В аппараты, предназначенные для длительной работы, необходимо встраивать или, в крайнем случае, включать в комплект поставки сигнализаторы о нарушении режима ИВЛ. Такое устройство должно выдавать световой и звуковой сигналы при опасном снижении дыхательного объема и, сле-

довательно, давления конца вдоха ниже 0,5 кПа (5 см вод.ст.). В этом случае сигнализация будет срабатывать после отключения пациента от аппарата, значительной разгерметизации дыхательного контура или при поломке аппарата. Существенно, что указанное пороговое значение давления может быть использовано во время ИВЛ и у взрослых, и у детей. Желательно, чтобы сигнализатор мог предупреждать и о нарушении электроснабжения или пневмопитания. Работоспособность сигнализаторов необходимо периодически контролировать путем кратковременного моделирования опасной ситуации.

ЭЛЕКТРОБЕЗОПАСНОСТЬ

Общие вопросы электробезопасности изделий медицинской техники подробно рассмотрены А.Р. Ливенсоном (1981). Имеется и ряд нормативных документов (ГОСТ 12.2.025-76, РТМ 42-2-4-80, инструкции по защитному заземлению), распространяющихся на аппараты ИВЛ с электрическими цепями и на помещения, в которых эти аппараты эксплуатируются.

Опасность поражения электрическим током возникает при прикосновении к частям аппарата, находящимся под напряжением. Поэтому главная мера защиты заключается в предотвращении возможности случайного прикосновения к токоведущим частям. Понятие «случайное прикосновение» означает возможность касания частей изделия, доступ к которым становится возможным без использования инструмента (отвертки, гаечного ключа и т.п.) для демонтажа корпуса аппарата, открытия крышек и люков.

Для защиты от воздействия токов утечки и прикосновения к частям, попадающим под напряжение вследствие нарушения основной изоляции, при конструировании аппарата соблюдаются определенные правила выбора изоляционных материалов и расстояний по поверхности изолирующего материала и по воздуху между токоведущими частями, с одной стороны, и доступными для прикосновения частями- с другой. Этот вид защиты обеспечивается, кроме того, защитным заземлением, т.е. соединением всех доступных для прикосновения металлических частей с внешним заземляющим или зануляющим устройством; применением защитной, т.е. дополнительной или усиленной по отношению к рабочей, изоляции; использованием изолированного от сети источника низкого напряжения(не более 50 В постоянного или 24 В переменного тока).

Аппаратура, в которой применяется первый из этих способов защиты, по действующим стандартам классифицируется как аппаратура класса защиты I (присоединение к внешнему заземляющему устройству достигается одновременно с присоединением к электросети с помощью трехжильного сетевого шнура и трехконтактной сетевой вилки) и 0I (присоединение к внешнему заземляющему устройству обеспечивается отдельным заземляющим проводом). Ясно, что изделия класса0I обеспечивают безопасность только в случае внимательных и добросовестных действий медицинского персонала, и поэтому применение этого класса по международному стандарту безопасно-

сти электромедицинской аппаратуры(IEC Standard, Publication 601 - 1, 1977) не допускается. Аппараты ИВЛ класса 0I в СССР не выпускаются.

Аппаратура с защитной, двойной или усиленной, изоляцией относится к классу защиты II. Основное преимущество таких конструкций- отсутствие необходимости присоединения к внешнему заземляющему или зануляющему устройству - позволяет безопасно их эксплуатировать в любом помещении, не оборудованном заземлением, например в домашних условиях. На

видном месте таких аппаратов обычно у ввода сетевого шнура наносится специальный знак.

Для подключения к сети изделий класса II применяется двухпроводный сетевой шнур и обычная двухконтактная вилка. Однако обеспечение двойной или усиленной изоляции требует использования более сложных конструктивных решений, например выполнения корпуса аппарата целиком из электроизоляционного материала. Аппараты ИВЛ классаII не должны выпускаться, если вследствие применения в них взрывоопасных анестетиков необходимы меры для отведения электростатических зарядов.

Аппараты с питанием от низкого напряжения наиболее безопасны. Однако значительная потребляемая мощность делает пока невозможным питание аппарата ИВЛ от встроенного химического источника низкого напряжения.

Ввиду непосредственного контакта с телом пациента аппараты ИВЛ должны рассматриваться как изделия с рабочей частью, что предъявляет к их конструкции определенные требования. Поскольку пациент обычно подключается к аппарату электропроводящими(антистатическими) шлангами, ток утечки должен нормироваться как для изделий категории В по ГОСТ 12.2.025 - 76. В этом стандарте полностью приведены все нормы электробезопасности и методы их проверки. Не менее важна и проверка технического состояния электрооборудования помещений лечебных учреждений, где применяются аппараты ИВЛ. Требования к этому электрооборудованию изложены в РТМ 42-2-4 - 80 (1981). В первую очередь необходимо контролировать качество защитного заземления или зануления, монтаж штепсельных розеток, электрическое сопротивление антистатических полов в операционных. Требования к заземлению и методы его проверки изложены в Инструкции по защитному заземлению (1973).

Для безопасной эксплуатации аппаратов ИВЛ с электрическими цепями категорически запрещается эксплуатация аппаратов классаI без присоединения к внешнему заземляющему или зануляющему устройству. Не допускается эксплуатация аппаратов, имеющих внешние признаки неисправности электрических цепей - искрение, гудение, потрескивание, периодическое перегорание предохранителей, самопроизвольное отключение и т.п., а также работа аппарата со снятыми стенками, люками, крышками. При ремонте и техническом обслуживании запрещается замена установочных изделий(вилки, розетки, шнуры, предохранители и др.) деталями, отличающимися от указанных в документации изготовителя. К предусмотренным на аппарате сете-

вым разъемам запрещается подключать электроизделия иные, чем те, для которых эти разъемы предназначены.

БЕЗОПАСНОСТЬ ПРИМЕНЕНИЯ СЖАТЫХ ГАЗОВ

Практически во всех аппаратах ИВЛ предусмотрена возможность подключения сжатого кислорода, в некоторых моделях этот газ используется и как источник энергии. Давление пневмопитания в СССР и в странах- членах СЭВ стандартизировано на величине0,4 МПа (4 кг/см2 ). В моделях, предназначенных для применения во время наркоза, предусмотрена и подача закиси азота. Частью ряда портативных аппаратов с пневмоприводом являет-

ся малогабаритный баллон с кислородом, сжатым до давления 15 МПа (150 кг/см2 ).

Крайне важно баллоны, входящие в состав аппарата ИВЛ или используемые для его привода, надежно закреплять в специальных гнездах, а израсходованные баллоны хранить отдельно от заполненных. Баллоны нельзя размещать на расстоянии менее 1 м от нагревательных и отопительных устройств, а также в местах, освещаемых прямыми солнечными лучами или находящихся вблизи от горючих и легко воспламеняющихся веществ. Не допускается эксплуатация баллонов с истекшим сроком периодического освидетельствования, не имеющих установленных клейм, с неисправными вентилями, при отсутствии надлежащей цветовой маркировки, со следами смазки на штуцере вентиля. Отбор газа из баллонов должен производиться только через предназначенный для данного газа редуктор; утечка в месте присоединения редуктора к баллону не допускается. Отбор газа следует производить до остаточного давления в баллоне не менее 50 кПа (0,5 кГс/см2 ).

Для отбора газа из баллона вначале нужно закрыть вентиль редуктора, затем плавно открыть вентиль баллона, после чего открыть вентиль редуктора; для прекращения подачи газа следует вначале плавно, не прилагая больших усилий, закрыть вентиль баллона, затем после снижения давления в линии закрыть вентиль редуктора. Запрещается перекрашивать баллоны или надевать на них декоративные чехлы.

Существенное улучшение безопасности достигается при оснащении помещений, где эксплуатируются аппараты ИВЛ, системами централизованной подачи кислорода, сжатого воздуха и закиси азота. При этом необходимо руководствоваться существующими правилами и нормами СНиП11-69-78 (1978). Газопроводы должны иметь соответствующую маркировку, должны быть проверены на прочность и герметичность и приняты специальной -ко миссией. Выходные патрубки для подачи различных газов не должны иметь совместимую конструкцию. В процессе эксплуатации аппаратов ИВЛ необходимо постоянно контролировать герметичность линий подведения сжатых газов, не допуская применения случайных материалов для герметизации. Не-

соблюдение этого правила может иметь опасные последствия: известен, например, случай воспламенения лейкопластыря, который использовали для герметизации шланга для подачи кислорода.

При ремонте аппаратов в этих линиях нельзя применять материалы, отличающиеся от применяемых заводом-изготовителем. Для смазки деталей аппарата, которые соприкасаются с кислородом и кислородсодержащими газовыми смесями, можно использовать смазку ВНИИНП282, глицерин и его смесь (50%) с дистиллированной водой (см. ГОСТ 12.2.052 - 81).

ВЗРЫВОБЕЗОПАСНОСТЬ

Использование аппаратов ИВЛ во время наркоза с применением воспламеняющихся анестетиков требует обеспечения взрывобезопасности. Обычно используемые для дезинфекции кожи средства также образуют легковоспламеняющиеся смеси с кислородом и воздухом. Источником опасности также является кислородно-воздушная смесь, содержащая более 26-28% кислорода, в которой могут загореться материалы, негорючие в воздухе. Закись азота тоже интенсифицируют горение; в этом отношении ее смесь с кислородом должна рассматриваться как100% кислород. Для взрыва необходим контакт легковоспламеняющейся среды и источника зажигания. Разделить анестетики на воспламеняющиеся и невоспламеняющиеся трудно, поскольку воспламенение определяется не только составом смеси, но энергией или температурой поверхности, вызывающими зажигание. Наиболее опасными, с точки зрения воспламеняемости, являются эфир и циклопропан; при их применении должны быть приняты строгие меры безопасности. В качестве более безопасных анестетиков рассматриваются галотан(фторотан) и метоксифлуран (пентран, ингалан). Считают, что на расстоянии более 25 см от точек утечки воспламеняющейся среды в воздух она становится взрывобезопасной. Поэтому зажигание легковоспламеняющейся среды можно исключить, если источники зажигания отсутствуют внутри газопроводящих частей аппаратуры и на расстоянии менее25 см от тех мест аппаратов, через которые могут вытекать легковоспламеняющиеся смеси. Такими местами являются выпускные патрубки или предохранительные клапаны, через которые дыхательный газ выходит во время нормальной эксплуатации аппаратов, также не вполне герметичное соединение частей внутри аппарата. Кроме того, ввиду использования горючих дезинфицирующих средств опасной зоной считается и пространство под операционным столом.

Источники зажигания могут быть достаточно многообразными. Прежде всего это открытое пламя (спички, спиртовки, газовые горелки), использование которого в помещении, где применяют легковоспламеняющиеся и кисло- родно-воздушные смеси, должно быть абсолютно запрещено. Источником зажигания может быть поверхность, нагретая выше температуры воспламенения. Так как некоторые смеси имеют температуру воспламенения лишь немногим более 100°С, то их взрыв может вызвать даже закрытая электрическая плитка, тлеющая сигарета, лампа накаливания, паяльник. Поэтому безо-

пасная температура поверхности, с которой могут соприкасаться легковоспламеняющиеся смеси, по международным стандартам не должна превышать

Зажигание легковоспламеняющейся смеси может быть вызвано электрической искрой, возникающей при работе некоторых электродвигателей, контактов переключателей, реле и т.п. Значение минимальной энергии поджигания очень мало, поэтому в опасных зонах следует предотвращать всякое искрение. Искра достаточной энергии может образоваться и при разряде статического электричества. Заряды статического электричества с достаточной энергией возникают при трении и накапливаются на предметах, выполненных из электроизоляционного материала, или на металлических, но изолированных от земли частях. Искрение возникает, когда на достаточное расстояние сближаются части, имеющие разный заряд, или заряженные статическим электричеством и заземленные части. Опасные электростатические заряды могут возникнуть при трении частей одежды, перемещении аппаратуры по полу, проведении ИВЛ вручную и т.п. Известны даже случаи накапливания высоковольтных зарядов вследствие касания поплавком ротаметра стенки его стеклянной трубки или заполнения карты наркоза на столике наркозного аппарата.

Вместе с тем наши измерения подтвердили, что заряды статического электричества не возникают на стенках изготовленных из электроизоляционных материалов шлангов, по которым в аппараты ИВЛ подают сжатый кислород и закись азота.

Необходимо также считаться с возможностью зажигания паров эфира при его разложении под действием света, когда уже при комнатной температуре могут идти химические реакции с выделением достаточного количества тепла. Поэтому конструкция аппаратов ИВЛ, предназначенных для использования во время наркоза с применением легковоспламеняющихся анестетиков, и правила эксплуатации должны предусматривать все меры предотвращения взрыва. Это достигается четким выделением зоны риска и размещением вне ее искрящих или нагреваемых выше допустимых пределов частей ап-

паратуры, обеспечением стекания зарядов статического электричества на всем пути прохождения легковоспламеняющихся смесей, включением в эксплуатационную документацию указаний о мерах взрывобезопасности и ее периодической проверке.

Использование во время наркоза с применением легковоспламеняющихся анестетиков аппаратов ИВЛ, которые для этого не разрешены, недопустимо. Поэтому в эксплуатационной документации и, желательно, на видном месте аппарата должна находиться надпись с указанием на разрешение или на запрет его применения во время такого каркоза. Некоторые зарубежные аппараты, запрещенные для применения во время наркоза на легковоспламеняющихся анестетиках, маркируют красным кругом, нанесенным на наиболее видном месте аппарата.

Правила, обеспечивающие безопасность при использовании легковоспламеняющихся анестетиков, установлены приказом Министерства здраво-

охранения СССР от 03.12.80 г. № 1348 - приложение «Операционные блоки. Правила эксплуатации, техники безопасности и производственной санитарии, РТМ 42-2-4 - 80» и должны неукоснительно соблюдаться.

Наиболее распространены следующие нарушения правил взрывобезопасности:

Работа без подключения аппарата ИВЛ к заземляющему устройст-

- замена резиновых антистатических частей(дыхательные шланги, мешки, меха и т.п.) деталями аналогичного назначения, не обладающими антистатическими свойствами.

- использование в опасной близости от аппаратов ИВЛ или даже внутри их дыхательного контура других технических средств(электрохирургической аппаратуры, измерительных средств, мониторов и др.), применение которых в опасных зонах не разрешено;

- использование во время ремонта и технического обслуживания случайных смазок и материалов, не обладающих антистатическими свойствами;

- использование удлинителей и розеток в зоне повышенной опасности, например под операционным столом.

ПРОВЕРКА ТЕХНИЧЕСКОГО СОСТОЯНИЯ АППАРАТОВ ИВЛ

Проверка технического состояния аппарата ИВЛ с выявлением его работоспособности и безопасности должна выполняться после получения от изготовителя или от ремонтной организации, а также оперативно- перед каждым подключением к пациенту. Получив аппарат, следует тщательно изучить его техническое описание и инструкцию по эксплуатации, установить возможность его применения, во время наркоза с использованием легковоспламеняющихся анестетиков. Далее, необходимо проверить полноту комплекта поставки и собрать аппарат в строгом соответствии с инструкцией, удалив, если это предусмотрено, транспортировочные крепления. Затем нужно осмотреть арматуру аппарата, предназначенную для его присоединения к электросети, защитному заземлению и источникам сжатого газа. Следует помнить, что замена арматуры, установленной изготовителем, не разрешается. Особое внимание следует уделить защитному заземлению аппарата, обеспечивая выполнение существующих правил(Инструкция по защитному заземлению электромедицинской аппаратуры, 1973). Заполнить, если это предусмотрено, увлажнители, распылители и водяные затворы дистиллированной водой.

Включить аппарат в сеть, удостовериться в его работоспособности по характерному шуму, переключению актов дыхательного цикла, движению мехов, колебанию стрелки манометра и т.д. Необходимо обратить внимание, что волюметр или другое средство для измерения дыхательного объема и минутной вентиляции обычно включают в линию выдоха, поэтому до подключения пациента или модели легких они не дают показаний. До подклю-

чения пациента или иной нагрузки показания приборов, измеряющих давление, колеблются вокруг нулевых отметок шкалы.

Чтобы убедиться в отсутствии грубых ошибок в сборке аппарата, крайне важно проверить герметичность его дыхательного контура. Для этого необходимо перекрыть отверстие для присоединения пациента на тройнике или на нереверсивном клапане и затем:

- в аппаратах с переключением со вдоха и выдох по объему установить минутную вентиляцию ~5 л/мин и, медленно увеличивая дыхательный объем, убедиться, что давление в дыхательном контуре, контролируемое по манометру, достигает 3 кПа (30 см вод.ст.) при установке дыхательного объема не более 0,3 л;

- в аппаратах с переключением по времени установить частоту около 20 мин-1 и, медленно увеличивая минутную вентиляцию, убедиться, что давление в дыхательном контуре достигает 3 кПа (30 см вод.ст.) при вентиляции не более 3 - 4 л/мин;

- в аппаратах с переключением актов дыхательного цикла по давле-

нию убедиться, что эти переключения совершаются с частотой порядка100 мин-1 .

Так как в большинстве отечественных аппаратов предусмотрена установка предохранительного клапана дыхательного контура на3 кПа (30 см вод.ст.), то проверка герметичности одновременно позволяет убедиться в работоспособности клапана.

Наконец, следует провести санитарную обработку аппарата и деталей дыхательного контура согласно инструкции по эксплуатации.

Перед каждым присоединением к пациенту прежде всего следует убедиться в правильном подключении к аппарату электроили пневмопитания с необходимыми характеристиками и внешних заземляющих устройств. Затем следует удостовериться в герметичности аппарата, в наличии необходимых присоединительных элементов и устройства для проведения в аварийной ситуации ИВЛ вручную. Далее, убеждаются в заполнении соответствующих частей аппарата водой. Если в состав аппарата входит наркозный блок, то проверяют, что его сборка и соединение с аппаратом соответствуют избранному виду дыхательного контура, испаритель заполнен анестетиком, а при использовании реверсивного дыхательного контура, абсорбер заполнен свежей натронной известью. Заключительным этапом является проверка срабатывания предохранительных и защитных устройств.

Соблюдение приведенных несложных правил обязательно и не только обеспечивает безопасность пациента и медицинского персонала, но и является непременным условием эффективности ИВЛ.

НЕКОТОРЫЕ ТИПИЧНЫЕ ОШИБКИ ПРИ ИСПОЛЬЗОВАНИИ АППАРАТОВ ИВЛ

Чаще всего встречаются ошибки в оценке интенсивности вентиляции. Хотя современные аппараты ИВЛ могут создавать минутную вентиляцию,

значительно превышающую вентиляционные потребности здорового человека, однако вследствие недостаточно герметичного присоединения пациента

или в случае выраженной патологии органов дыхания и кровообращения адекватный газовый состав крови может быть обеспечен не всегда. Поэтому при обнаружении гиперкапнии или гипоксии при минутной вентиляции взрослого пациента свыше 15-20 л/мин следует проверить герметичность, а затем главное внимание уделить борьбе с причинами неадекватного газообмена.

Создаваемую аппаратом вентиляцию не следует отождествлять с подачей газа в дыхательный контур. Последняя значительно меньше минутной вентиляции при реверсивном дыхательном контуре. В случае нереверсивного дыхательного контура подачу газа устанавливают на15 - 20% больше минутной вентиляции, если не требуется разбавления подаваемой газовой смеси воздухом через обычно имеющийся в аппарате впускной клапан. Когда такого разбавления не требуется, то во всех случаях, кроме проведения ИВЛ вручную, предохранительный клапан блока подачи кислорода или наркозного блока устанавливают в минимальное положение, суммарная подача газов через дозиметр должна быть несколько излишней, чтобы в каждом дыхательном цикле через этот клапан сбрасывалось минимальное количество газа.

Оценивая интенсивность ИВЛ, следует помнить, что установленные на аппарате значения дыхательного объема и минутной вентиляции часто отличаются от измеренных приборами в линии выдоха. Меньшие измеренные значения обычно свидетельствуют об утечке газа из дыхательного контура - чаще всего в месте присоединения пациента. Отличия (в любую сторону) вносят и допустимые погрешности органов управления и средств измерения. Наиболее точным методом измерения действительного значения дыхательного объема и минутной вентиляции является подключение к патрубку -вы доха нереверсивного клапана, установленного между пациентом и тройником аппарата, объемного измерителя - спирометра. Но наиболее достоверным методом контроля эффективности вентиляции является определение газового состава крови.

Другая распространенная ошибка связана с интерпретацией показаний манометра, измеряющего давление в дыхательном контуре. Аппарат с переключением со вдоха на выдох по объему или по частоте вводит дыхательный объем в легкие пациента; максимальное давление вдоха, которое легче всего различить по показаниям манометра, связано с введенным дыхательным объемом. Однако, как указывалось выше, показания манометра зависят также от растяжимости и сопротивления органов дыхания, от скорости введения газа на вдохе. Имеют значение место дыхательного контура, к которому подключен манометр, и его динамические свойства. Поэтому не следует рассчитывать на возможность введения разным пациентам одного и того же объема под разным давлением и с осторожностью сопоставлять различные аппараты с точки зрения развиваемого ими давления при подаче одинаковых объемов. Нужно отметить, что во время движения газа давление в дыхательном контуре, доступное измерению манометром, никогда точно не совпадает с величи-

ной давления в легких в тот же момент времени. Только когда во время вдоха предусмотрена задержка подачи газа не менее чем на 0,2 с, манометр аппарата показывает внутрилегочное давление. Таким образом, более важны относительные изменения показаний манометра, выявленные у одного и того же пациента, чем точные значения давления. Но манометр безусловно необходим для измерения положительного или отрицательного давления конца выдоха, определения попыток самостоятельного дыхания и т.п.

Одна из распространенных ошибок при оценке работоспособности аппарата вызвана недопониманием того, что источник его пневматического или электрического питания недостаточно характеризовать только давлением или соответственно напряжением. Необходимое давление должно обеспечиваться источником во всем диапазоне расхода газа, а напряжение - при потребляемом аппаратом токе. Такого рода трудности встречаются, когда аппарат ИВЛ с электроприводом подключают через маломощный трансформатор, в то время как аппарат с пневмоприводом подключают к пневмосети через трубопроводы или шланги с малым сечением и большой длиной.

Перечисленные выше ошибки и трудности возникают вследствие данной врачом оценки физических и технических аспектов работы аппаратов ИВЛ. Вместе с тем существуют и трудности обратного порядка, вызываемые недостаточно четким пониманием создателями аппаратов специфики работы врача. Среди них упомянем, к сожалению, стремление решить технические проблемы за счет удобства работы медицинского персонала, переоценить роль эксплуатационной документации, недостаточное знание реально существующих условий эксплуатации, технического обслуживания, ремонта аппаратуры и т.п. Исключить этот ошибочный подход не менее важно для обеспечения безопасности и эффективности применения аппаратов ИВЛ, чем соблюдать перечисленные выше технические средства обеспечения безопасной работы.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Алексеева М.И., Лихтман Т.В., Лебедева Г.И. К вопросу об обеззараживании и стерилизации аппаратов искусственной вентиляции легких. - Анест. и реаниматол., 1980, № 3, с. 72 - 74.

Вейбель Э.Р. Морфометрия легких человека. - М.: Медицина, 1970. -

Бурлаков Р.И., Гальперин Ю.С., Кацуба М.Н. Об автоматическом управлении искусственной вентиляцией легких. - В кн.: Новости медицинского приборостроения. М., 1968, вып. 3, с. 33 - 38.

Гальперин Ю.С., Юревич В.М. Тенденции развития технических решений аппаратов искусственной вентиляции легких. - М., ЦБНТИ Минмед-

прома, 1980. - 69 с.

Гальперин Ю.С., Гологорский В.А., Кассиль В.Л., Юревич В.М. Новые способы и режимы использования аппаратов искусственной вентиляции легких типа РО. - Мед. техника, 1983, № 6, с. 36 - 39.

Грузман А.Б., Юревич В.М. К вопросу о выборе функциональных параметров аппарата ИВЛ для респираторной терапии у больных хроническими заболеваниями легких. - В кн.: Новости медицинской техники. М., 1974,

вып. 2, с. 52 - 57.

Дарбинян Т.М., Тверской А.Л. Избранные работы VI Европейского конгресса анестезиологов (обзор). - Анест. и реаниматол., 1983, № 6, с. 65

Дарбинян Т.М., Серегин Г.И., Тверской А.Л. и др. К построению динамической модели канала вентиляция - рСО2 при искусственной вентиляции легких. - Экспер. хир., 1969, № 6, с. 50 - 53.

Дарбинян Т.М., Серегин Г.И., Юшкин А.В. и др. Автоматическое управление искусственной вентиляцией легких. - В кн.: Всесоюзный съезд анестезиологов и реаниматологов, 1-й. Труды. М., 1976, с. 76 - 82.

Зилъбер А.П. Регионарные функции легких. - Петрозаводск: Карелия, 1971, 280 с.

Зильбер А.П. Клиническая физиология для анестезиолога. - М.: Ме-

дицина, 1977. - 431 с.

Зильбер А.П. Искусственная вентиляция легких при острой дыхательной недостаточности. - М.: Медицина, 1978. - 200 с.

Кантор П.С; Гальперин Ю.С. Методика расчета энергетических потерь в аппаратах искусственной вентиляции легких. - В кн.: Новости медицин-

ской техники. М., 1974, вып. 2, с. 39 - 42.

Кассиль В.Л., Молчанов И.В., Петраков Г.А. и др. Искусственная вентиляция легких с постоянным положительным давлением при некоторых формах дыхательной недостаточности. - Экспер. хир., 1975, № 1, с. 54 - 58.

Кассиль В.Л., Рябова Н.М. Искусственная вентиляция легких в реаниматологии. - М.: Медицина, 1977. - 263 с.

Кассиль В.Л. Применение высокочастотной искусственной вентиляции

легких в реаниматологии. - Анест. и реаниматол., 1983, № 5, с. 26 - 30. Кассиль В.Л., Иванов Г.Г., Атаханов Ш.Э. Исследование высокочас-

тотной вентиляции легких и ее сочетание со стандартными методами ИВЛ у больных с острой дыхательной недостаточностью. - В кн.: Всесоюзное науч. об-во анестезиологов и реаниматологов. Правление. Пленум, 7-й. Барна-

ул, 1984, с. 171 - 172.

Кассиль В.Л., Атаханов Ш.Э. О показаниях к высокочастотной искусственной вентиляции легких. - Анест. и реаниматол., 1985, № 3, с. 28 - 32.

Колюцкая О.Д., Молостовский В.С., Горобец Е.С. и др. Инжекционная ИВЛ при оказании неотложной помощи и диагностических вмешательствах у больных с обструкцией гортани. - Анест. и реаниматол., 1981, № 4, с. 33 - 36.

Ливенсон А.Р. Электробезопасность медицинской техники. - 2-е изд.

М.: Медицина, 1981, 280 с.

Лукомский Г.И., Вайсберг Л.А. Реанимация и интенсивная терапия при бронхиальной астме и астматическом статусе. - В кн.: Руководство по клинической реаниматологии / Под ред. Т.М. Дарбиняна. М., 1974, с. 125 - 132.

Руководство по физиологии. Физиология дыхания / Под ред. Л.Л. Ши-

ка. - Л.: Наука, 1973. - 349 с.

Сметнев А.С., Юревич В.М. Респираторная терапия в клинике внут-

перфузионных отношений в легких и артериальная гипоксемия. - Бюл. экс-

пер. биол., 1979, № 10, с. 406 - 408.

Ширяев В.С., Тверской А.Л. Простая формула для расчета адекватного минутного объема искусственной вентиляции легких. - Анест. и реанима-

тол., 1979, № 2, с. 14 - 17.

Юревич В.М., Гальперин Ю.С. Современное состояние и перспективы развития аппаратов искусственной вентиляции легких. Науч. обзор. - М.: ЦБНТИ Медпром, 1979, вып. 8 - 60 с.

Юревич В.М., Воробьев В.М., Грузман А.Б. Актуальные проблемы Вспомогательной искусственной вентиляции легких. - В кн.: Всесоюзный съезд анестезиологов и реаниматологов. 1-й. Труды. М., 1976, с. 121 - 128.

Юшкин А.В. Синтез управления биологическим объектом на основе стохастической модели. - В кн.: Новости медицинского приборостроения.

М., 1970, вып. 2, с. 29 - 33.

Ashbaugh D.G., Petty Т.L. Positive end-expiratory pressure; Physiology, indications and contraindications. - J. thorac. cardiovasc. Surg., 1973, vol. 65, p. 165 - 171.

Baker A. Effects of varying inspiratory flow waveform and time in intermittent positive-pressure ventilation. Various physiological variables - Brit. J. Anaesth., 1977, vol. 49, p. 1221 - 1234.

Bendixen H., Egbert L., Hedly-White J. Respiratory care. - Saint Louis,

Benveniste D., Pedersen J.Е.F. Centralised system of humidification for

respiratory treatment. - Anaesthesia, 1976, vol. 31, p. 421 - 429.

Bergmann N.A. Intrapulmonary gas trapping during mechanical ventilation at rapid frequencies. - Anesthesiology, 1972, vol. 37, p. 626 - 633.

Bok Н.Е., Kuyper F. Lieber Dampf als Tropfchen. - Technik Med., 1973, Bd 4, S. 74 - 77.

Chamney, Anne R. Humidification requirements and techniques: Including a review of the performance of equipment in current use. - Anaesthesia, 1969, vol. 24, p. 602 - 617.

Cheney P., Butler J. The effects of ultrasonically-produccd aerosols on airway resistance in man. - Anesthesiology, 1968, vol. 29, N 6, p. 1099-1106.

Cole P. Some aspects of temperature, moisture and heat relationship in the upper respiratory tract. - J. Laryng., 1953, vol. 67, p. 449 - 456.

Cox L., Chapman E. A comprehensive volume cycled lung ventilator emboding feedback control. - Mod. biol. Eng., 1974, vol. 12, p. 160 - 169.

Cournand A., Motley H.L., Werko L., Richards D.W. Pliysiological studies on the effects of intermittent positive pressure breathing on cardiac output in man.

Amer. J. Pliysiol., 1948, vol. 152, p. 162 - 168.

Dammann J., McAsian T. Optimal flow pattern for mechanical ventilation of the Lung. - Crit. Care Med., 1977, vol. 5, p. 128 - 136.

Deneke S.M., Fanburg B. Oxygen toxicity of the lung: an updata. - Brit. J. Anacsth., 1982, vol. 54, N 7, p. 737 - 749.

Dick W. Respiratorischer Flussigkeitsund Warmcverlust des Sauglings und Kleinkindcs bei kunstlicher Bcatmung. - Berlin, New York: Springer - Vcrlag, 1972. - 69S.

Eisterer H., Stelnbereithner K. Untersuchungen zur postoperativen Sauerstoffthcrapie: Die Leistungsfahigkeit gebrauchlicher Gasanfeuchter. - Wien. med. Wschr., 1964, Bd 114, S. 283 - 285.

Engstrom С.G. The clinical application of prolonged controlled ventilation,

Acta Anaest. Scand., 1963, Suppl. 13, p. 3 - 21.

Fewell J., Abendschein D., Carlson C. et al. Continuous positive-pressure ventilation decreases righy and left vcntricular end-diastolic volumes in the dog - Circulat. Res., 1980, vol. 46, p. 125 - 132.

Fritz К. Die Beatmung polytraumalisierter Patienten mit He - O2 und N2 - O2 - Gemischen. - Anaesthesist, 1982, vol. 31, N 7, p. 323 - 329.

Garibaldi R, Britt M., Webster C. et al. Failure of bacterial filter to reduce the incidence of pneumonia after inhalation anesthesia. - Anesthesiology, 1981, vol. 54, p. 364 - 368.

Garrard C.S., Shah M. The effects of expiratory positive airway pressure on functional residual capacity in normal subjects. - Crit. Care Mcd., 1978, vol. 6, p. 320 - 322.

Hamer Ph. Intratraclieale Feuchtigkeitsmessungen bei intubierten Patienten wahrcnd der Narkose und auf der Intensivtherapiestation unter Verweudung verschicdener Befeuchtungssystcme. - Prakt. Anaesth., 1974, Bd 9, N 5, s. 306

Han Y.H. Humidification of inspired air, - J. A. M. A., 1968, vol. 205, p.

Hayes В., Robinson J.S. An assessment of methods of humidifications of inspired gas - Brit. J. Anaesth., 1970, vol. 42, p. 94 - 104.

Heironirnus T. V. Humifidying the Air-Shields-Respirator. - Anesthesiology, 1965, vol. 26, p. 573 - 575.

Hedenstierna G. The anatomical and alveolar deadspaces during respirator treatment. Influence of respiratory frequency, minute volum and tracheal pressure.

Brit. J. Anaesth., 1975, vol. 47, p. 993 - 1000.

Horgan J.D., Lange R.L. Review paper chemical control in the respiratory system. - IEEE Trans. Biomed. Engin., 1968, vol. 15, p. 119 - 127.

International electrical commity standard Publication 601-1. Safety of medical electrical equipment. Part 1. General requirmcnt - Geneve, 1977. - 388 p.

Johansson H., Lofstrom J.B. Effects on Breathing Mechanics and Gas Exchange of Different Inspiratory Gas Flow Pattern, - Acta anaesth. scand., 1975, vol. 19, p. 8 - 18.

Jonzon A., Oberg P., Sedin G. et al. High-frequency positive-pressure ventilation by endotracheal insufflator. - Acta Anaesth. Scand., 1971, vol. 43, Suppl. p. 1 - 43.

Kirby R. High-frequency positive pressure ventilation (HFPPV): What role in ventilatory insufficiency? - Anesthesiology, 1980, vol. 52, N 2, p. 109 - 110.

Kramer К., Tabbert M.. Mottner J. et al. Die Herabsetzung von Stromungswiderstanden bei der Kunstlichen Beatmung mit HeliumSauerstoff-Gemischen. - Biotechn. Umsch, 1979, Bd 3, N 12, S. 366 - 368.

Lee J., Sweeney R. A study of transport mechanisms in high-frequency ventilation. - In: Conference on Engineering in Medicine and biology. 33rd. Proceedings. Washington, 1980, p. 88 - 88.

Lissac J., Labrousse J., Tenallon A., Bousser J. Aspects techniques de la reanimation respiratoire. - Paris, 1977. - 127 p.

Loh L., Sykes M. The assesment of ventilator performance. - Brit. J. Anaesth., 1978, vol. 50, p. 63 - 71.

Moulin-du G., Hedley-White I. Bacterial interactions between anesthesiologists, then patients and equipment. - Anesthesiology, 1982, vol. 57, N 1, p. 37 - 41.

Mushin W.W., Rendel-Baker P.W. Automatic ventilation of the lungs. Blackwell scientific publication. - Oxford, 1969. - 349 p.

Nordstrom L. Haemodynamic effects of intermittent positive pressure ventilation with and without end-inspiratory pause. - Acta anaesth. scand., 1972, vol. 47, p. 29 - 56.

Norlander О.Р. The use of respirators in anaesthesia and surgery. - Acta anaesth. scand, 1968, Supll. 30, p. 5 - 74.

Perel A. Intermittent mandatory ventilation during anaesthesia. - Brit. J. Anaesth., 1978, vol. 50, p. 583 - 586.

Pichlmayr J., Mascher E., Sippel R. Untersuchungen zur Wirkung unterschiedilicher Beatmungsformer auf arterielle Blutgaswerte, periphere

Kreislaufgrossen und die Dehirndurchblutung. - Anaesthesist, 1974, vol. 23, p. 535 - 537.

Pontoppidan H., Geffin В., Lowenstein E. Acute respiratory failure in the adult. - New Engl. J. Med., 1972, vol. 287, p. 690 - 698.

Rentsch H.P. Technische Aspecte der automatischen der kunstlichen Beatmung. Berichte an crstcr Anastesiekongress. - Leipzig, 1966.

Sjostrand U. High-Frequency positive pressure ventilation (HFPPV). A review - Crit. Care Med., 1980, vol. 54, p. 1077 - 1087.

Thompson W., Marchak В., Bryan A. et al. Vagotomy reverses apnea induced by high-frequency oscillatory ventilation. - J. Appl. Physiol., 1981, vol. 51, N 6, p. 1484 - 1487.

Tontschev G. Experimentclle Untersuchungen der Leistungsfahigkeit gebrauchlicher Atcmgasanfcuchter. - Anaesth. Reanimat., 1978, Bd 3, S. 156 - 165.

Toremalm N.G. A heat and moisture exchanger for posttracheotomy care - Acta otolaryng. (Stockh.), 1960, vol. 52, p. 461 - 471.

Zietz G. Beatmungsgerate. - Berlin: Veb Verlag Volk und gesundheit. 1981 - 259 p.